細胞固定和通透 |
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為達到*的檢測效果，細胞需要經(jīng)過固定和通透。這些步驟非常關(guān)鍵，細胞和抗原需要保證*的結(jié)構(gòu)，并利于抗體與抗原結(jié)合。通常情況下，需要通過以下步驟得以實現(xiàn)：細胞用2%-4%多聚甲醛固定，之后用0.1%皂角苷或0.02%的Triton X-100進行通透。前者是比較溫柔的處理，但是對于核內(nèi)抗原可能無效，需要用到Triton。使用皂角苷進行通透時，要注意它會引起細胞膜的可逆性通透，也就是除了在通透初期，在每個抗體孵育環(huán)節(jié)都需要進行通透。另外，細胞可以用冰甲醇進行同時固定和通透，可以避免去垢劑的使用。 |
抗體特異性 |
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免疫熒光需要用到特異性非常強的抗體，可以避免高背景和不理想的蛋白定位結(jié)果。在大多數(shù)情況下，純化抗體的效果很好，但是正確的對照可以幫助定位抗原。使用只有二抗染色的片子作為陰性對照，有利于減少降低背景干擾。 |
合適的抗體稀釋比例 |
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通過優(yōu)化抗體稀釋比例來優(yōu)化染色，通常情況下1ug/ml的純化抗體或者1:100-1:1000的抗血清足夠達到特異性染色的結(jié)果。但在能保證低背景染色的前提下，可以通過增加濃度來提高信號強度。如果是*次使用該抗體或測定某抗原，強烈建議濃度梯度實驗。 |
優(yōu)化緩沖液和封閉劑 |
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盡管很多抗原在常見的Buffer如PBS中可以很好的被染色，但是對于某些目的抗原，更換一下含有不同離子的緩沖液，比如鈣、鎂、鉀等，可以帶來很大程度上的改善。Rockland可提供優(yōu)化過的IHC用封閉緩沖液，同樣適用于熒光染色實驗。 |
選擇正確的二抗 |
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如果您需要做免疫實驗，我們強烈建議您選擇進行過預吸附的二抗進行單染實驗；如果是雙重甚至是多重染色，那么必須使用預吸附的二抗。同時，請優(yōu)先選擇來自同一物種的二抗。 |
使用合適的細胞密度 |
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選擇合適的細胞數(shù)量進行染色，當細胞數(shù)量過多時，細胞結(jié)構(gòu)不好，導致染色背景深，低細胞密度，會使細胞貼壁不佳，狀態(tài)不好。 |
多重染色 |
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對同一樣本進行兩個不同抗原的檢測時，可以用各自的抗體進行同時染色，但要求兩個一抗的種屬來源不同，標記物不同，而二抗的種屬來源需保持一致。 |
降低背景 |
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高背景是免疫熒光常見的問題，解決此問題可以用二抗來源的正常血清代替BSA做封閉液，降低抗體濃度，增加洗滌次數(shù)，洗滌至少三次，每次五分鐘，推薦洗滌液為PBS+0.05%Tween。 |
封片 |
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作為免疫熒光的zui后一步，可以提高折射率，保護樣品。 |
數(shù)據(jù)分析 |
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觀察整體樣片時，選擇具有代表性的細胞進行數(shù)據(jù)獲取與分析。 詳情見：http://www.rockland-inc。。ｃｏｍ/IF-Microscopy-Tips.aspx?utm_source=tips&utm_medium=&utm_campaign=marker |
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